Ornithindecarboxylase

Ornithindecarboxylase
nach PDB 1D7K

Vorhandene Strukturdaten: PDB 2ON3, PDB 2OO0

Eigenschaften des menschlichen Proteins
Masse/Länge Primärstruktur 461 Aminosäuren, 51.148 Da
Sekundär- bis Quartärstruktur Homodimer
Kofaktor Pyridoxalphosphat
Bezeichner
Gen-Name ODC1
Externe IDs
Enzymklassifikation
EC, Kategorie 4.1.1.17
Reaktionsart Decarboxylierung
Substrat L-Ornithin
Produkte Putrescin + CO2
Vorkommen
Homologie-Familie Hovergen

Die Ornithindecarboxylase (ODC) ist ein Enzym; sie katalysiert die Decarboxylierung von L-Ornithin zu Putrescin und CO2:

In tierischen Zellen ist Putrescin das Vorläufermolekül für die Polyamine Spermidin und Spermin, und zusammen mit diesen an der Zellproliferation beteiligt. Beim Menschen hat die ODC 461 Aminosäuren und liegt als Homodimer mit zwei locker miteinander verbundenen, N-terminalen aktiven Zentren vor.[1] Sie hat in tierischen Zellen eine sehr kurze Halbwertszeit von ungefähr 18 Minuten.[2]

Regulierung

ODC wird in tierischen Zellen bedarfsabhängig synthetisiert (induziert) und abgebaut. Die Aktivität der ODC wird von dem ODC-Antizym[3] am Ende der S-Phase unter Bildung eines Heterodimers inhibiert. Bildung dieses Komplexes erhöht die Affinität für das Proteasom, was den Abbau der ODC beschleunigt; dabei freigesetztes Antizym wirkt weiter auf den Abbau.[1] Die Expression des Antizyms wird von den entstandenen Polyaminen durch negative Rückkopplung induziert und wirkt damit, zusammen mit der Transkription des ODC-Gens, geschwindigkeitsbestimmend auf die ODC-Aktivität. Der Abbau der ODC ist ein prominentes Beispiel für die ubiquitinunabhängige Proteolyse von Enzymen.[4][5]

Reaktionsmechanismus

Der Cofaktor Pyridoxalphosphat ist über seine Aldehydgruppe mit der ε-Aminogruppe des Lysinrests 69 als Schiff-Base verbunden und befindet sich im aktiven Zentrum der ODC. Dort bindet Ornithin mit seiner α-Aminogruppe an Stelle des Lysinrests. Unter Abspaltung von CO2 entsteht Putrescin, das zuletzt wieder von Lysin 69 verdrängt und aus dem Enzym freigesetzt wird.[6]

Klinische Bedeutung

Die Transkription des ODC-Gens wird von dem Onkogen MYC kontrolliert[7] und ist bei vielen Krebsarten aktiviert. Die dabei entstehenden Polyamine verstärken die Zellproliferation und verzögern die Apoptose[8]. Die ODC wird von verschiedenen Medikamenten gehemmt, darunter Acitretin und Tazaroten, zwei Medikamente zur Behandlung schwerer Formen der Psoriasis. Der häufigst verwendete Inhibitor ist Eflornithin (α-Difluormethylornithin, DFMO),[9] das in der experimentellen Krebstherapie,[8] aber auch zur topischen Behandlung des Hirsutismus bei Frauen eingesetzt wird. In allen Fällen wird das Zellwachstum durch die Hemmung vermindert.[10]

Nachweis der bakteriellen ODC

Auch zahlreiche Bakterienarten verfügen über Ornithindecarboxylasen, die sich aber von der eukaryonten Form unterscheiden.[1] Der Nachweis des Enzyms in Vertretern der gramnegativen Enterobakterien dient zur Differenzierung und ist Bestandteil einer Bunten Reihe zur Bestimmung der Gattung oder Art.[11] Das Testverfahren wurde 1955 eingeführt[12] und ist seit den 1970er Jahren Bestandteil von miniaturisierten Testsystemen (z. B. im API 20 E-System).[13] Für den Nachweis des bakteriellen Enzyms wird das standardisierte, ornithinhaltige Nährmedium mit Bakterienmaterial beimpft und unter anoxischen Bedingungen inkubiert.[14] Um den Zutritt von Sauerstoff in das Teströhrchen zu verhindern, wird der inokulierte Ansatz entweder mit Paraffinöl oder mit Mineralöl überschichtet.[11] Durch die Bildung des Diamins Putrescin steigt der pH-Wert im Testmedium, die Auswertung erfolgt anhand des Farbumschlags des im Nährmediums integrierten pH-Indikators.[14] Für die optimale Enzymaktivität ist ein pH-Wert unter 5,5 erforderlich (saurer Bereich), während Nährmedien üblicherweise einen neutralen pH-Wert aufweisen.[15]

Verschiedene Testmedien

Bezüglich der Zusammensetzung des Differenzierungsmediums wie des verwendeten pH-Indikators gibt es Unterschiede:

In dem zuerst entwickelten Nährmedium nach Møller wird neben Ornithin auch D-Glucose eingesetzt, sowie Bromkresolpurpur als pH-Indikator, der pH-Wert wird auf 6,0 eingestellt. Die Bakterien verwerten zunächst den geringen Glucose-Anteil in einer Gärung, wobei Säuren entstehen (vergleiche Gemischte Säuregärung), wodurch der pH-Wert unter 5,5 gesenkt wird. Die dann einsetzende Reaktion der ODC alkalisiert das Testmedium und Bromkresolpurpur zeigt dies durch Farbumschlag von Gelb nach Purpur an. Es ist immer ein Vergleichsröhrchen mitzuführen, das kein Ornithin enthält, damit die anfängliche Säurebildung überprüft werden kann.[15] Ein Nachteil ist, dass der Ansatz bis zu vier Tage inkubiert werden muss, bevor die Auswertung erfolgen kann.[11] Eine Abwandlung dieses Differenzierungsmediums stellt der MIO-Agar dar, mit dem zusätzlich noch die Bildung von Indol durch die Bakterien und ihre Motilität überprüft werden können.[15]

Als schnellere Variante gilt eine Methode, bei der ebenfalls Bromkresolpurpur eingesetzt wird, aber das Testmedium keine Glucose enthält. Neben Ornithin werden noch Peptone und Hefeextrakt eingesetzt, der pH-Wert wird auf 5,5 eingestellt. Das flüssige Nährmedium wird mit reichlich Bakterienmaterial inokuliert und für vier Stunden inkubiert, danach wird die Ornithindecarboxylase-Reaktion beurteilt.[11] Eine ähnliche, ebenfalls ‚schnelle‘ (engl. rapid) Methode gibt es auch für den Nachweis der Lysindecarboxylase.

Alternativ wird Phenolrot als pH-Indikator eingesetzt, beispielsweise beim ODC-Tests im API 20 E-System. Es ist ebenfalls keine Glucose enthalten und der ursprüngliche pH-Wert ist auf 6,2 eingestellt.[13] Hierbei soll eine Inkubationsdauer von 18 bis 24 Stunden eingehalten werden, bevor man die ODC-Reaktion beurteilt. Die Alkalisierung wird durch Farbumschlag von Phenolrot von Gelb nach Rot angezeigt, auch eine orange Färbung (pH-Wert knapp über 7,0) ist als positiv zu werten.[14] Wird dies beachtet, ergibt sich eine Übereinstimmung von 99 % mit dem Verfahren nach Møller.[13]

Beispiele für ODC-positive und ODC-negative Bakterien

Der Nachweis der bakteriellen Ornithindecarboxylase ist für die Unterscheidung der Enterobakterien von Bedeutung. Vertreter der Gattungen Buttiauxella, Edwardsiella, Escherichia, Hafnia, Morganella, Shigella und die Spezies Cronobacter sakazakii verfügen über dieses Enzym. Hingegen sind Vertreter der Gattungen Moellerella, Providencia und Rhanella ODC-negativ.[16]

Innerhalb der Gattungen Cedecea, Citrobacter, Enterobacter, Klebsiella, Proteus, Salmonella, Serratia und Yersinia gibt es ODC-positive und -negative Vertreter, zu deren Unterscheidung der Nachweis der Ornithindecarboxylase-Reaktion beiträgt. Beispielsweise lassen sich so die medizinisch relevanten Arten Enterobacter cloacae, Klebsiella aerogenes (beide ODC-positiv) und Klebsiella pneumoniae (ODC-negativ) unterscheiden. Oder es gelingt die Differenzierung von Yersinia pestis und Yersinia pseudotuberculosis (beide ODC-negativ) zu anderen ODC-positiven Yersinia-Arten bzw. die Unterscheidung von Proteus mirabilis (ODC-positiv) und Proteus vulgaris (ODC-negativ, weniger pathogen).[11][16]

ODC in Pflanzen

In Pflanzenwurzeln katalysiert ODC die Synthese von Putrescin, das als Baustein von Alkaloiden verwendet wird.[17]

Einzelnachweise

  1. ↑ a b c Anthony E. Pegg: Regulation of Ornithine Decarboxylase. In: The Journal of Biological Chemistry. Band 281, Nr. 21, 26. Mai 2006, S. 14529–14532, doi:10.1074/jbc.R500031200.
  2. ↑ J. E. Seely, H. Pösö, A. E. Pegg: Effect of androgens on turnover of ornithine decarboxylase in mouse kidney. Studies using labeling of the enzyme by reaction with [14C] alpha-difluoromethylornithine. In: The Journal of Biological Chemistry. Band 257, Nr. 13, 10. Juli 1982, S. 7549–7553, PMID 6806278.
  3. ↑ J. S. Heller, W. F. Fong, E. S. Canellakis: Induction of a protein inhibitor to ornithine decarboxylase by the end products of its reaction. In: Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. Band 73, Nr. 6, 15. Juni 1976, S. 1858–1862, doi:10.1073/pnas.73.6.1858.
  4. ↑ M. Zhang, C.M. Pickart, P. Coffino: Determinants of proteasome recognition of ornithine decarboxylase, a ubiquitin-independent substrate. In: The EMBO Journal. Band 22, Nr. 7, April 2003, S. 1488–1496, doi:10.1093/emboj/cdg158.
  5. ↑ Peter C. Heinrich, Georg Löffler, Petro E. Petrides (Hrsg.): Löffler-Petrides Biochemie und Pathobiochemie. 8. Auflage. Springer Medizin, Heidelberg 2007, ISBN 978-3-540-32680-9, S. 322.
  6. ↑ Andrew D. Kern et al.: Structure of mammalian ornithine decarboxylase at 1.6 Å resolution: stereochemical implications of PLP-dependent amino acid decarboxylases. In: Structure. Band 7, Nr. 5, 15. Mai 1999, S. 567–581, doi:10.1016/S0969-2126(99)80073-2.
  7. ↑ C. Bello-Fernandez, G. Packham J. L. Cleveland: The ornithine decarboxylase gene is a transcriptional target of c-Myc. In: Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. Band 90, Nr. 16, August 1993, S. 7804–7808, doi:10.1073/pnas.90.16.7804.
  8. ↑ a b Eugene W. Gerner und Frank L. Meyskens: Polyamines and cancer: old molecules, new understanding. In: Nature Reviews Cancer. Band 4, Nr. 10, 1. Oktober 2004, S. 781–792, doi:10.1038/nrc1454.
  9. ↑ Charles Danzin, Michel J. Jung, Jeffrey Grove, Philippe Bey: Effect of α-difluoromethylornithine, an enzyme-activated irreversible inhibitor of ornithine decarboxylase, on polyamine levels in rat tissues. In: Life Sciences. Band 24, Nr. 6, 5. Februar 1979, S. 519–524, doi:10.1016/0024-3205(79)90173-5.
  10. ↑ Hasso Scholz, Gustav Kuschinsky, Rainer Böger (Hrsg.): Taschenbuch der Arzneibehandlung: angewandte Pharmakologie. 13., überarb. und aktualisierte Auflage. Springer, Berlin, Heidelberg, New York 2005, ISBN 3-540-20821-6, S. 399; 556; 841.
  11. ↑ a b c d e Gunnar D. Fay, Arthur L. Barry: Rapid ornithine decarboxylase test for the identification of enterobacteriaceae. In: Applied Microbiology. Band 23, Nr. 4, April 1972, S. 710–713, PMID 4553140, PMC 380423 (freier Volltext).
  12. ↑ Vagn Møller: Simplified tests for some amino acid decarboxylases and for the arginine dihydrolase system. In: Acta pathologica et microbiologica Scandinavica. Band 36, Nr. 2, 1955, S. 158–172, doi:10.1111/j.1699-0463.1955.tb04583.x, PMID 14375937.
  13. ↑ a b c P. B. Smith, K. M. Tomfohrde, D. L. Rhoden, A. Balows: API system: a multitube micromethod for identification of Enterobacteriaceae. In: Applied Microbiology. Band 24, Nr. 3, September 1972, S. 449–452, PMID 4562482, PMC 376540 (freier Volltext).
  14. ↑ a b c Roland Süßmuth, Jürgen Eberspächer, Rainer Haag, Wolfgang Springer: Biochemisch-mikrobiologisches Praktikum. 1. Auflage. Thieme Verlag, Stuttgart/New York 1987, ISBN 3-13-685901-4, S. 78–85.
  15. ↑ a b c Elmer W. Koneman: Koneman's Color Atlas and Textbook of Diagnostic Microbiology. Lippincott Williams & Wilkins, 2006, ISBN 0-7817-3014-7, S. 225–226 (eingeschränkte Vorschau in der Google-Buchsuche).
  16. ↑ a b J. J. Farmer III, B. R. Davis u. a.: Biochemical identification of new species and biogroups of Enterobacteriaceae isolated from clinical specimens. In: Journal of Clinical Microbiology. Band 21, Nr. 1, Januar 1985, S. 46–76, PMID 3881471, PMC 271578 (freier Volltext).
  17. ↑ Rudolf Hänsel, Ernst Steinegger (Hrsg.): Pharmakognosie - Phytopharmazie. 9., überarb. und aktualisierte Auflage. Springer, Heidelberg 2010, ISBN 978-3-642-00962-4, Kapitel Alkaloide.
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